Синтез желтых флуоресцентных углеродных наноточек с помощью микроплазмы для визуализации и фотокаталитической инактивации раковых клеток

Введение

Рак остается ведущей причиной смерти во всем мире [1]. Многофункциональные наночастицы, выполняющие как диагностические, так и терапевтические функции, имеют многообещающее применение в наномедицине. Одновременная терапия под визуальным контролем - это новая концепция в лечении рака, которая показывает большие перспективы с точки зрения оптимизации терапевтической эффективности. Он может предоставить полезную информацию о размере и расположении опухолей, оптимальном временном окне для фототерапии и терапевтической эффективности [2,3,4]. Фотодинамическая терапия (ФДТ) используется для лечения многих видов рака и других заболеваний благодаря своей пространственно-временной избирательности и неинвазивной природе [5, 6]. Идеальные фотосенсибилизаторы обычно обладают следующими характеристиками:(1) высокоэффективная генерация активных форм кислорода (АФК), (2) хорошая биосовместимость и (3) растворимость в воде [7]. Однако текущие применения ФДТ ограничены плохой растворимостью в воде, нестабильностью и неоптимальными длинами волн возбуждения фотосенсибилизаторов. Следовательно, необходимо создание заменителей фотосенсибилизаторов с хорошей растворимостью в воде и биосовместимостью экологически безопасными и недорогими методами.

Углеродные квантовые точки (ККТ) привлекли огромное внимание из-за их уникальных полезных свойств, таких как простой и экологически чистый синтез, низкая токсичность, замечательная биосовместимость, отличная растворимость в воде и светостойкость [8]. CQD имеют потенциальное применение в визуализации клеток, биосенсоре, целевой доставке лекарств и других биомедицинских приложениях [9,10,11,12,13]. Существует два основных подхода к синтезу углеродных точек:восходящий и нисходящий. Нисходящие методы включают электрохимическое окисление, лазерную абляцию, химическое окисление и методы ультразвукового синтеза. Восходящие методы состоят из гидротермальной обработки, микроволнового синтеза и термического разложения [14,15,16,17]. Однако требуемые высокая температура, высокое давление и сильные кислоты всегда приводят к значительному потреблению энергии, сложным процессам и неизбежному ущербу для окружающей среды. Таким образом, новые экологически безопасные синтетические методы появляются со временем. Как сообщалось, CQD могут быть произведены всего за несколько минут с использованием метода микроплазма-жидкость без высоких температур, больших затрат энергии и трудоемких процедур [18,19,20]. Микроплазма обеспечивает уникальную физико-химическую среду как для фундаментальных исследований, так и для приложений с использованием современных материалов. Химическая и электронная среда, создаваемая микроплазмой, крайне неравновесна и может накапливать энергию. В этой среде может образовываться большое количество электронов, ионов, свободных радикалов и других возбужденно-ионизированных активных веществ [21, 22]. Хотя o -фенилендиамин является сырьем для синтеза углеродных наноточек, он не использовался в синтезе микроплазмы [23,24,25].

В этом исследовании o -фенилендиамин был использован в качестве сырья для синтеза CQD путем микроплазменной обработки. CQD, полученные с помощью этого метода, были однородными по размеру (около 3,2 нм в диаметре) и демонстрировали пик эмиссии около 550 нм. Мы продемонстрировали, что недавно синтезированные ККТ могут производить большое количество АФК в условиях освещения. In vitro CQD могут поглощаться опухолевыми клетками HeLa и излучать желтый свет при возбуждении синей длиной волны 420–500 нм с низкой токсичностью. Мы также наблюдали инактивацию опухолевых клеток HeLa при облучении с длиной волны 460 нм. Эти результаты предполагают, что недавно приготовленные CQD могут быть многообещающим материалом для биоимиджинга in vivo, управляемой визуализацией или таргетной терапии рака.

Результаты и обсуждение

Характеристика CQD

Желто-эмиссионные CQD в этом исследовании приготовлены простым и экологически безопасным способом с помощью метода микроплазмы с использованием o -фенилендиамин в качестве предшественника углерода. Хотя сообщалось, что метод микроплазменной обработки используется для синтеза углеродных наноточек, существуют редкие относительные исследования. На рис. 1А показаны изображения частиц ККТ, полученные с помощью просвечивающего электронного микроскопа (ПЭМ). Частицы, произведенные микроплазмой, имели круглую или овальную форму со средним диаметром 3,2 нм. Как показано на изображении с высоким разрешением на рис. 1А (вставка), расстояние между решетками в ККТ составляет 0,21 нм, что соответствует плоскости (1,1,0) графита. Спектр комбинационного рассеяния показывает, что мода D, названная модой, вызванной беспорядком, находится в районе 1342 см ⁻¹ а центр моды G - около 1507 см ⁻¹ , соответственно, из-за результата sp ³ и sp ² -гибридизация углерода (рис. 1Е). Известно, что интенсивность режима D по сравнению с режимом G зависит от размера микрокристаллов графита в образце. Более высокий беспорядок в образце приводит к более высокому отношению интенсивностей ID / IG и меньшему размеру микрокристалла графита. Кроме того, режимы D и G порошков CQD можно также рассматривать как небольшие чешуйки графита с относительно высоким отношением интенсивности ID / IG (0,77).

Характеристики CQD. А ПЭМ-изображения ККТ (вставка, ПЭМ-изображения высокого разрешения); Б Распределение размеров CQD; В УФ – видимые спектры поглощения УКТ; D Спектр ФЛ ККТ с длинами волн возбуждения от 400 до 500 нм с шагом 20 нм; E , F Рамановский спектр ККТ и ИК-Фурье спектр ККТ

FTIR и XPS - мощные инструменты для определения химического состава и структуры углеродных материалов. Данные FTIR для CQD регистрировались в диапазоне 400–4000 см ^-1 . , как показано на фиг. 1F. Спектр FTIR показал, что CQD в основном содержат амин (3052 и 3324 см ^-1 ), OH (3200 см ⁻¹ ), C =O (1595 см ⁻¹ ), C – N / C – O (1200 см ⁻¹ ), C =C (1500 см ⁻¹ ) и CH (748 см ⁻¹ ) функциональные группы или химические связи [26, 27]. Компоненты поверхности CQD, определенные с помощью XPS, соответствовали результатам FTIR. Полный спектр, представленный на фиг. 2A, показывает три типичных пика:C 1 s (285 эВ), N 1 s (400 эВ) и O 1 s (531 эВ).

XPS-спектры ККТ. А Натурные XPS-спектры ККТ; Б Высокое разрешение C 1 s спектр; В высокое разрешение N 1 s спектр; D Высокое разрешение O 1 s спектр

Как показано на рис. 2B – D, C 1 s анализ показал присутствие sp ² / sp ³ атомы углерода (C – C / C =C, 284,8 эВ), азотистые углероды (C – O / C – N, 285,9 эВ) и карбонильные углероды (C =O, 287,7 эВ). N 1 s Полоса деконволюции была разделена на три пика при 399,3, 400,3 и 401,7 эВ, которые соответствуют пиррольному N, графитному N и амино N, соответственно. О 1 s Полоса содержала пики при 531,6 и 533,1 эВ для C – O и C =O соответственно [28, 29]. Важно отметить, что наличие этих функциональных групп наделяет ККТ хорошей растворимостью. Кроме того, оптические свойства CQD были исследованы с помощью флуоресцентной спектроскопии и поглощения UV-Vis. Спектры излучения флуоресценции CQD показаны на рис. 1C. Приготовленные ККТ демонстрируют поведение флуоресцентного излучения, зависящее от возбуждения. При возбуждении на длинах волн от 400 до 500 нм максимум излучения флуоресценции смещался в красную сторону от 473 до 519 нм, а интенсивность флуоресценции резко снижалась [30]. Как показано на рис. 1D, УФ-видимые спектры ККТ содержат сильный пик поглощения в диапазоне длин волн 400–490 нм. У ККТ обнаружены два характерных пика поглощения при 280 и 420 нм, которые относятся к π – π * (ароматический C =C) и n – π * (карбоксильный и / или C – N) переходы соответственно [31, 32]. Следовательно, эти оптические свойства CQD обеспечили возможность одновременной биологической визуализации и фотодинамической инактивации.

Биовизуализация и цитотоксичность CQD

Чтобы оценить способность CQD к биовизуализации и маркировке клеток, in vitro визуализация клеток с использованием CQD была исследована на клетках HeLa с помощью конфокального лазерного сканирующего микроскопа (CLSM). Клетки Hela инкубировали с 200 мкг мл ^-1 . CQD в течение 6 часов, а затем подготовили для обнаружения CLSM. В результате клетки HeLa показали ярко-желтую флуоресценцию, равномерно распределенную по всей клетке (рис. 3А). Что еще более важно, следует отметить, что низкая концентрация CQD 200 мкг / мл ^-1 было достаточно, чтобы пометить клетки Hela желтой флуоресценцией, что дополнительно указывало на возможность CQD при визуализации клеток. Как сообщалось, углеродные наночастицы всегда демонстрировали сильное излучение только в области синего света, в то время как длинноволновое излучение обычно было слабым. При возбуждении УФ-излучением биологические ткани часто проявляли синюю автофлуоресценцию и были уязвимы для фотоповреждений, что серьезно затрудняет применение углеродных наночастиц с коротковолновым излучением для анализа биологической визуализации [33]. Поэтому разработка углеродных наночастиц с длинноволновой эмиссией была широко заинтересована. В настоящем исследовании свежеприготовленные ККТ показали ярко-желтую флуоресценцию при возбуждении светом 400–450 нм. Таким образом, возбужденная желтая флуоресценция может позволить использовать CQD для обнаружения глубоко расположенных опухолей. Однако до практического применения в визуализации рака человека предстоит пройти еще долгий путь.

Применение CQD. А Визуализация CLSM клеток HeLa, меченных CQD; Б Тест на цитотоксичность CQD in vitro; В Относительная жизнеспособность клеток HeLa, инкубированных с контрольным раствором или CQD (200 мкг мл ^-1 ) и подвергается воздействию синего света (460 нм, 30 мВт см ⁻² ) на 5 мин, 10 мин и 15 мин; D IC50 возбужденных CQD на клетках Hela после воздействия синего света в течение 10 и 15 минут (* P <0,05)

Помимо характеристики люминесценции, всегда требуются высокая биосовместимость и низкая токсичность, если CQD предназначены для разработки в качестве потенциального реагента для биологической маркировки. Для биомедицинских применений материалы должны обладать высокой биосовместимостью при рекомендуемых дозировках. Для исследования цитотоксичности клетки HeLa обрабатывали CQD в конечных концентрациях от 0 до 400 мкг / мл ^-1 . на 24 ч. Как показано на фиг. 3B, более 95% клеток выжили, как определено с помощью тестов MTT (3- (4,5-диметилтиазолил-2-ил) -2,5-дифенилтетразолий бромид), которые показали, что CQD практически не являются токсичен.

Эти данные свидетельствуют о том, что недавно созданные CQD с возбужденной желтой флуоресценцией обладают низкой цитотоксичностью и высокой биосовместимостью, что облегчает их многообещающие перспективы биологической визуализации.

Эффективность фотодинамической терапии

Инактивация раковых клеток

Как показано на фиг. 3C, жизнеспособность клеток HeLa, обработанных только CQD или только синим светом, не различалась. Одновременная обработка CQD и синим светом заметно снижала жизнеспособность клеток Hela в зависимости от продолжительности фотоэкспозиции. После облучения при 460 нм в течение 15 минут CQD проявили замечательную противоопухолевую активность; жизнеспособность клеток HeLa снизилась примерно на 40% при концентрации 200 мкг / мл ^-1 . Для дальнейшего обнаружения эффектов возбужденных CQD были реализованы тесты MTT для оценки половины максимальной ингибирующей концентрации (IC50) возбужденных CQD по отношению к клеткам Hela. В результате IC50 CQD после возбуждения на клетках Hela составляла около 427,5 мкг / мл ^-1 . (95% ДИ 366,7–498,7 мкг мл ^-1 ) после 10-минутного облучения и составляла примерно 255,1 мкг мл ^-1 (95% ДИ 220,9–249,8 мкг мл ^-1 ) после воздействия синего света в течение 15 мин.

Эти результаты показали, что возбужденные CQD могут эффективно убивать опухолевые клетки, как некоторые клинические противоопухолевые препараты, такие как Фотофрин [34], что указывает на многообещающую ценность CQD в противоопухолевой терапии под визуализацией.

Создание CQD для ROS

Во время ФДТ раковые клетки могут быть убиты цитотоксическими АФК, генерируемыми эндоцитированным фотосенсибилизатором при соответствующих условиях облучения [35, 36]. АФК могут инактивировать клетки-мишени апоптозом или некрозом с небольшими побочными эффектами посредством ФДТ при некоторых заболеваниях [37,38,39,40]. Проверка фиг. 4A показала, что реагент ROS излучает красную флуоресценцию, указывая на образование ROS. Более того, красный сигнал ROS хорошо перекрывался с флуоресценцией CQD, что означает, что генерация ROS была тесно связана с поглощением CQD опухолевыми клетками. Как показано на фиг. 4B, по сравнению с контрольной группой и группой без лазерного облучения экспериментальные группы при 460 нм лазерном облучении в течение 15 мин показали очевидную генерацию АФК. Наши результаты показали, что CQD могут значительно способствовать продукции внутриклеточных ROS под воздействием лазера с длиной волны 460 нм и имеют большой потенциал для применения в PDT. В принципе, ККТ могут быть возбуждены из основного состояния (S0 на фиг. 4C) в возбужденное состояние (Sn на фиг. 4C), и эффективность этого процесса определяется интенсивностью источника света и коэффициентом экстинкции. . После релаксации, опосредованной растворителем, ККТ остаются на самом низком уровне колебаний первого синглетного возбужденного состояния. Из-за быстрой колебательной релаксации после возбуждения энергия фотона, испускаемого из первого синглетного возбужденного состояния (S1 на фиг. 4C), ниже, чем энергия фотона возбуждения, что приводит к увеличению длины волны. Флуоресцентная визуализация использует переход ККТ от S0 к Sn и к S1 [41]. CQD были поглощены опухолевыми клетками HeLa и испускали флуоресценцию при освещении подходящим источником длины волны, что позволяло метить клетки. S1 может вернуться в состояние S0 посредством флуоресценции или межсистемного перехода в нефлуоресцентное триплетное возбужденное состояние (T1 на рис. 4C) [7, 42]. Флуоресцентная группа T1 особенно активна в реакциях переноса электрона, генерируя супероксидные свободные радикалы и, следовательно, приводя к деградации флуоресцентной группы. Энергия от T1, переданная молекулярному кислороду, будет производить возбужденный окислитель синглетного кислорода, который сильнее, чем молекулярный кислород в основном состоянии. Супероксидные радикалы и синглетный кислород, а также другие АФК, включая OH и H ₂ О ₂ , вступают в реакцию с близлежащими биологическими молекулами, вызывая фототоксичность, что приводит к гибели клеток. После того, как CQD были поглощены клетками HeLa, освещение привело к передаче синглетного состояния в триплетное состояние через межсистему, а процесс передачи энергии произвел ROS и в конечном итоге привел к гибели клеток. При соответствующей длине волны источника ККТ претерпевают два типа передачи энергии. Для маркировки опухолевых клеток HeLa испускалась флуоресценция, и клетки HeLa были убиты ROS. Наши экспериментальные данные показали хорошую биосовместимость вновь полученных CQD в темноте и эффективность уничтожения опухолей в условиях света. Следовательно, CQD можно использовать в качестве фотосенсибилизатора для опухолевых клеток и тканей.

Генерация внутриклеточных АФК. А Флуоресцентные изображения HeLa, (a) изображение пропускания в светлом поле, (b) изображение флуоресценции CQD, полученное в диапазоне 400–450 нм, (c) изображение флуоресценции реагента для обнаружения ROS, полученное в диапазоне 510–530 нм, и (d ) объединенное изображение; Б Внутриклеточная продукция АФК для различных концентраций CQD с или без облучения в течение 15 мин; В На упрощенной диаграмме уровней энергии показаны возможные пути передачи энергии флуоресценции и гибели клеток. (S0 - основное состояние молекулы флуорофора; S1 - первое синглетное возбужденное состояние; Sn ( n > 1); T1 - первое триплетное возбужденное состояние; Ex, возбуждение за счет поглощения фотонов; FL, флуоресценция)

Кроме того, до сих пор остается нерешенной проблема, как CQD могут точно нацеливаться на опухоль и более эффективно убивать опухолевые клетки. Существующее обилие поверхностных функциональных гидрофильных групп (карбоксил, карбонил, эпокси, гидроксил, гидроксил и т. Д.) Позволяет углеродным точкам конъюгировать со специфическим антителом, которое может точно нацеливаться на опухоли, и для этого требуется, чтобы опухоль имела специфические биомаркеры. Одновременно углеродные точки могут также служить инструментом для доставки лекарств и генов из-за их большого отношения площади поверхности к объему [43]. Принимая во внимание превосходную биосовместимость, малый размер для интернализации опухолевыми клетками, большое количество поверхностных функциональных фрагментов и возможности биовизуализации, углеродные точки (включая CQD) считаются многообещающими кандидатами для тераностической терапии опухолей. Однако все еще существуют проблемы и многие нерешенные проблемы для применения углеродных точек в наномедицине и биоимиджинге. Необходимо приложить дополнительные усилия для продвижения в будущем переноса наномедицины, связанной с углеродными точками, из лабораторных в стационарные.

Выводы

Таким образом, мы синтезировали фотолюминесцентные ККТ с использованием o -фенилендиамин плазменным методом. Возбужденные синим лазером, ККТ диаметром около 3,2 нм испускали желтую флуоресценцию. Рамановское, УФ-видимое, FTIR и XPS результаты показали, что в sp участвует больше атомов углерода. ² гибридизация с образованием новой органической группы. CQD, синтезированные плазменным методом, оказались эффективным зондом в экспериментах по визуализации клеток, а желтая флуоресценция, излучаемая CQD, может четко маркировать клетки HeLa. Более того, синтезированные CQD показали благоприятную растворимость, нетоксичность и высокую биосовместимость, что может повысить их способность к био-визуализации. Кроме того, возбужденные CQD могут эффективно убивать клетки Hela за счет генерации ROS, что явно демонстрирует удовлетворительную фотодинамическую цитотоксичность CQD in vitro и поддерживает их применение в PDT.

Экспериментальные методы

Синтез углеродных квантовых точек

Система обработки микроплазмы кратко описана в Дополнительном файле 1:Рисунок S1. Полая нержавеющая труба с внутренним диаметром 180 мкм была подключена к высоковольтному источнику постоянного тока (Tianjin Dongwen High-Voltage Supply Co., Ltd., Тяньцзинь, Китай) и поддерживалась на 2 мм выше поверхности решение. Pt-электрод (DJS-1; Shanghai INESA Scientific Instrument Co., Ltd., Шанхай, Китай) подключали к катоду источника питания и погружали в раствор. Затем 400 мг o -фенилендиамин (Шанхай, Китай) растворяли в 40 мл деионизированной воды и 20 мл o Раствор -фенилендиамина добавляли в чашку Петри и перемешивали с помощью магнитной мешалки. Во время микроплазменной обработки газообразный аргон (Ar) протекал через трубу со скоростью 60 см3 / мин, а постоянный ток поддерживался на уровне 17 мА. После 10 мин обработки плазмой коричневато-черный продукт диализовали с использованием диализной мембраны (отсечка по молекулярной массе 500 Да) против 2 л деионизированной воды в течение 12 ч, а затем фильтровали через ультрафильтрационную мембрану 0,22 мкм. Наконец, чистые CQD были получены с помощью сублимационной сушки.

Характеристика структуры, состава и оптических свойств CQD

Размер и морфологию CQD охарактеризовали с помощью ПЭМ с использованием системы JEM-2100F (JEOL, Токио, Япония). Флуоресцентную спектроскопию выполняли на люминесцентном спектрометре Perkin Elmer LS 55 (Waltham, MA, США). Спектры поглощения UV / Vis измеряли с помощью спектрофотометра Varian Cary 50 UV-VIS (Пало-Альто, Калифорния, США). Спектры FTIR получали с использованием спектроскопа Nicolet 6700 (Thermo Scientific, Waltham, MA, USA), а рамановскую спектроскопию выполняли с использованием спектрометра микро-комбинационного рассеяния света 800 UV (Invia-reflex, Великобритания). Эксперименты XPS проводились с использованием системы Axis Ultra DLD (Shimadzu / Kratos Analytical Ltd., Киото, Япония).

Анализ клеточной культуры и цитотоксичности

Клетки HeLa (ATCC, Манассас, Вирджиния, США) культивировали в среде Игла, модифицированной Дульбекко (DMEM), содержащей 10% FBS и 1% пенициллин-стрептомицин, при 37 ° C в увлажненной 5% CO ₂ Атмосфера. Для исследований цитотоксичности CQD клетки подсчитывали и высевали в 96-луночные планшеты, содержащие 200 мкл полной среды при плотности 6000 клеток на лунку. Через 24 часа культивирования клетки инкубировали с CQD в концентрациях 0, 25, 50, 100, 200 и 400 мкг · мл ^-1 . в течение еще 24 ч, а затем жизнеспособность клеток определяли с помощью анализов МТТ для оценки цитотоксичности CQD. Вкратце, эти растворы были заменены 100 мкл испытательного раствора МТТ (0,5 мг мл ^-1 ) и инкубировали 4 ч в инкубаторе в темноте. Супернатант удаляли и кристаллы растворяли в диметилсульфоксиде (ДМСО). Наконец, оптическую плотность каждой лунки измеряли при 490 нм. Оптическая плотность была связана с жизнеспособностью клеток, предполагая 100% жизнеспособность контрольного образца без CQD.

Анализ МТТ также использовали для оценки IC50 возбужденных CQD на клетках Hela. Вкратце, клетки Hela в 96-луночном планшете инкубировали с CQD в концентрациях 0, 6,25, 12,5, 25, 50, 100, 200, 400, 800, 1600, 3200 и 6400 мкг мл ^{-1 в течение 24 часов в инкубаторе, обрабатывали светом при 460 нм в течение 10 или 15 минут отдельно, а затем культивировали еще 24 часа. Жизнеспособность клеток в каждой лунке определяли с помощью анализа МТТ, и данные использовали для оценки IC50.}

Получение изображений клеток

Клетки в концентрации 2 × 10 ⁴ мл ^-1 засевали в конфокальную чашку (диаметр =15 мм), культивировали в течение 24 часов и дважды промывали PBS, чтобы гарантировать отсутствие мертвых клеток. Раствор CQD (200 мкг мл ^-1 ; pH 7) и клетки инкубировали в течение 6 часов. Затем клетки трижды промывали PBS для удаления несвязанных CQD и фиксировали 4% параформальдегидом. Затем образцы наблюдали с помощью CLSM (LSM510, Zeiss, Германия) с возбуждением на длинах волн от 400 до 450 нм.

Фотодинамическая терапия и измерение ROS

Для исследования противоопухолевого действия клетки HeLa инкубировали с 200 мкг мл ^-1 . УКТ в течение 24 часов при 37 ° C в темноте и обработанные светом с длиной волны 460 нм (30 мВт см ^-2 ) на 5, 10 и 15 мин. После 24 ч инкубации был проведен стандартный анализ МТТ для определения относительной жизнеспособности клеток. Внутриклеточную генерацию АФК детектировали химически спектрофотометрическим методом с помощью набора Fluorometric Intracellular Ros Assay Kit (Sigma, США). Клетки культивировали в конфокальной чашке (диаметр =15 мм) в течение ночи для прикрепления клеток. Затем клетки инкубировали с 200 мкг мл ^-1 . CQD на 4 ч. Затем добавляли 100 мкл / лунку основной реакционной смеси. После инкубации в течение 1 часа клетки фиксировали 4% параформальдегидом в течение 10 минут, и флуоресцентные изображения клеток наблюдали с помощью CLSM. Что касается обнаружения продукции ROS, клетки культивировали в 96-луночных планшетах с 200 мкл культуральной среды. После 24 ч инкубации среду заменяли 100 мкл раствора CQD в концентрациях 0, 100, 200 мкг мл ^-1 . , и клетки инкубировали еще 4 ч. Затем образцы трижды промывали PBS, облучали в течение 15 минут или без и инкубировали с 100 мкл / лунку основной реакционной смеси в течение 1 часа. Наконец, интенсивность флуоресценции определяли с помощью флюоресцентного ридера (возбуждение 520 нм, испускание 605 нм).

Статистический анализ

Эксперименты, включенные в это исследование, были повторены трижды, а статистический анализ был выполнен с использованием SPSS19.0. Различия между двумя группами сравнивались с использованием метода Манна – Уитни U . контрольная работа. IC50 возбужденных CQD на клетках Hela оценивали с помощью нелинейной регрессии. P <0,05 считалось статистически значимым.

Доступность данных и материалов

Все данные и материалы настоящего исследования доступны у соответствующего автора по обоснованному запросу.

Сокращения

PDT:

Фотодинамическая терапия

ROS:

Активные формы кислорода

CQD:

Квантовые точки углерода

ТЕМ:

Просвечивающий электронный микроскоп

CLSM:

Конфокальный лазерный сканирующий микроскоп

DMEM:

Модифицированная среда орла Дульбекко

MTT:

3- (4,5-Диметилтиазолил-2-ил) -2,5-дифенилтетразолий бромид

DMSO:

Диметилсульфоксид

IC50:

Половина максимальной ингибирующей концентрации